Separación de pigmentos fotosintéticos y tinta por cromatografía (PRÁCTICA)

Bueno aquí os dejamos nuestra experiencia en el laboratorio ^^
1.En un mortero,machacamos las hojas de espinacas con un poco de sosa cáustica y alcohol.

2.Después de hacerlo varias veces y cuando ya lo tenemos todo bastante machacado,con un papel de filtro lo filtramos.

3.Después colocamos la preparación a un recipiente.

4.Colocamos una hoja de filtro dentro de la preparación.

5.Observamos entonces lo que ocurre y vemos la clorafila b, la clorofila a, la xantofila y los carotenos.

Separación de pigmentos fotosintéticos y tinta por cromatografía (TEORÍA Y PROCEDIMIENTOS)

TEORÍA:
La cromatografía en capa fina (CCF) es una forma de cromatografía de absorción 
sólido-líquido que constituye una técnica importante en Química Orgánica para el análisis 
rápido de muestras que en algunos casos puede estar en el rango de los 10-9 g. 
Frecuentemente se usa para el seguimiento de la evolución del progreso de una reacción, o para el control y seguimiento de las separaciones que se producen mediante una 
cromatografía en columna preparativa.
Para realizar el análisis de una muestra por CCF se utiliza un adsorbente sólido 
como gel de sílice (SiO2. H2O) o alúmina (Al2O3), unido a una placa rectangular de de vidrio o plástico. El adsorbente sirve de fase estacionaria. La muestra se aplica en disolución con un capilar de vidrio en un extremo de la placa, pero no sobre el mismo borde. 
PROCEDIMIENTOS:
1.Preparación de la muestra 
En un mortero, machacar una hoja de espinaca con una mezcla de 4 ml de hexano y 
2 ml de etanol. Con una pipeta Pasteur transferir el extracto a un tubo de ensayo y 
agitar con mucha suavidad con una cantidad igual de agua, evitando la formación de emulsiones. Eliminar la fase acuosa con ayuda de una pipeta Pasteur, y el lavar 
sucesivamente dos veces con 2 ml de agua para eliminar el etanol. Transferir la fase 
orgánica a un tubo de ensayo y añadir con una espátula sulfato sódico anhidro para 
eliminar el agua.
2.Preparación de la placa de cromatografía. 
Marcar la placa, con ayuda de un lápiz los puntos en donde se va depositar la 
muestra (tres puntos). Con un capilar, tomar un poco de la disolución orgánica 
conteniendo los pigmentos y pinchar la placa de cromatografía en los tres puntos con 
concentraciones diferentes. Para evitar que la mezcla difunda por la placa, vaciar el 
contenido del capilar poco a poco sobre el punto, y soplar suavemente cada vez, para 
secar el disolvente. 

Reconocimiento de la Actividad Enzimática en la Amilasa (PROCEDIMIENTOS)

Bueno pues en esta entrada os dejamos nuestra experiencia en el laboratorio ^^
El proceso que nosotros utilizamos fue diferente al que aparece escrito en la anterior entrada.Este fue el nuestro:
1.Primero de una disolución de almidón cogimos con una pipeta 10 cm cúbicos  pusimos 5 y 5 en dos tubos de ensayo.

2.En uno de ellos no echamos nada pero en otro añadimos un poco de saliva de una de nosotras y lo pusimos al baño maría durante 15 minutos.

3.Mientras en el otro tubo de ensayo echamos un poco de líquido de Feling A y un poco de Feling B y se nos quedo de color azul.

4.Ya con la mezcla de Feling lo pusimos a flamar en el mechero de alcohol hasta que cambió de color a un tono rojo ladrillo. Ya habíamos logrado la actividad enzimática.

5.Ahora que ya habían pasado sobre unos 15 minutos,cogimos el tubo de ensayo con la saliva que antes habíamos puesto al baño maría y le añadimos las dos mezclas de Feling y se volvió a quedar de color azul como la otra prueba.

6.Si no se a calentado al baño maría lo suficiente como para desnaturalizar las proteínas como fue nuestro caso pues no pasa nada se pone un poquito más al baño maría hasta que empecemos a notar un leve cambio del color azul.

7.Cuando eso ocurra significa que ya está empezando a desnaturalizar.Entonces lo sacas y empiezas otra vez a flamarlo en el mechero de alcohol.

8.Y finalmente en este caso, la prueba no cambia a un tono rojo sino a uno verde porque en este caso a actuado la saliva del tubo de ensayo.

Reconocimiento de la Actividad Enzimática: Catalasa y Amilasa (TEORÍA)

TEORÍA:
Las reacciones químicas que se dan en los seres vivos no podrían tener lugar sin la presencia de las enzimas. Estas macromoléculas, que generalmente son proteínas, catalizan las reacciones bioquímicas, permitiendo que los sustratos se conviertan en los productos que necesita la célula. Como todo catalizador, las enzimas no se consumen en las reacciones que catalizan, pero a diferencia de otros catalizadores de naturaleza inorgánica, las reacciones que catalizan son muy específicas: sólo interaccionan con determinados sustratos, y solo facilitan el curso de determinadas reacciones.

Una enzima que podemos encontrar en todos los seres vivos es la Catalasa, necesaria para descomponer el peróxido de hidrógeno, un compuesto tóxico, que se produce durante el metabolismo celular.

Otra enzima que podemos encontrar es la Amilasa. Es una enzima proteica que se encuentra en la saliva humana y cataliza la degradación del almidón, que es un polisacárido de reserva vegetal.


PROCEDIMIENTOS:

MATERIALES PARA LA CATALASA:
-Vasos de precipitados.
-Tubos de ensayo.
-Embudos de vidrio.
-Agua Oxigenada.
-Agua Destilada.
-Fuente de Catalasa:Patata
-Cronómetro.
PROCEDIMIENTOS PARA LA CATALASA:
1.Cortar la patata en cinco trozos iguales(1g aproximadamente)
2.Rotular 5 vasos de precipitados con numeros del 1 al 5.
3.Realizar 5 disoluciones de agua oxigenada (0,25,50,75 y 100%)
4.Introducir un trozo de patata en cada vaso, a continuación la disolución de agua oxigenada correspondiente y cubriendo la patata colocamos el embudo en posición invertida. El extremo del embudo debe quedar por debajo de la superficie de la disolución. Comprobamos que el agua entra con facilidad dentro del embudo, en caso contrario colocar debajo del embudo algo que lo levante unos milímetros.
5.Llenar tubos de ensayo con la disolución correspondiente y con mucho cuidado para que no entre aire introducirlos por la parte estrecha del embudo.
6.Cuando transcurran 20 minutos marcamos con un rotulador la cantidad de oxígeno acumulado en el extremo de cada tubo.
7.A continuación medimos el volumen de oxígeno, llenando el tubo de ensayo con agua hasta la marca realizada, con ayuda de una pipeta de 10 ml.
8.Repetir el experimento pero sin patata, esto servirá de control.
9.Realizar tres réplicas del experimento y sacar la medida.

PROCEDIMIENTOS PARA LA AMILASA:
Se tomó 1 ml de saliva de la muestra del vaso de precipitados y se lo
diluyó con 9 ml de agua destilada en un tubo de ensayo, obteniendo una
dilución 1/10. Luego se mezcló por inversión, evitando que la solución
adquiera energía cinética y se produzca la desnaturalización de la enzima de
nuestro interés; y se lo colocó en hielo, por la misma razón antes expuesta.
Se preparó una gradilla con 15 tubos, conteniendo cada uno una
solución (de coloración amarilla) de 5 ml de agua de la canilla y una gota de
I 2 / IK 0,01M, que se mezcló por agitación para obtener una solución
homogénea. Luego, se nos entregó una solución de almidón 1% p/v a baño
térmico a 37° C (para que conforme una solución homogénea). Se extrajeron
6 gotas con pipeta Pasteur de la solución de almidón y se la volcó en un
tubo 0 de la gradilla, mezclándolo por inversión y obteniendo un color azul
característico del complejo Iodo-almidón.
Prontamente, se colocó en el tubo con almidón 1 ml de la dilución 1/10
de la saliva (que contiene amilasa) y en ese instante se comenzó a
cronometrar. A los 30 segundos, se retiraron 6 gotas de esta solución a 37°
C donde debía ocurrir la reacción y se las agregó al tubo 1 de la gradilla.
Este procedimiento se debería haber repetido cada 30 segundos para los
siguientes tubos hasta que la muestra adquiriera un color parduzco, sin
embargo, ya en el tubo 1, al mezclarlo por inversión con un tapón de goma,
se obtuvo una coloración parda. Como el efecto acromático explicado en la
introducción se había dado antes de los 2 minutos, era evidente que la
dilución 1/10 no era la óptima. Por eso, se decidió una nueva dilución 1/50.
Para obtener esta dilución, se tomó 1 ml de la 1/10 de saliva y se la colocó
en un tubo de ensayos con 4 ml de agua dest ilada, mezclándolo por
inversión. Se repitió el procedimiento anterior de la medición de la reacción
enzimát ica y de esta manera se determinó el tiempo de referencia para la
dilución 1/50, que será la dilución óptima.

Reacción de Saponificación. (Fabricación de Jabón) PRÁCTICA

Bueno pues aquí dejamos nuestra experiencia en el laboratorio realizando jabón casero ^^
1.Ya habíamos disuelto los 100 g de sosa cáustica en los 300 cm cúbicos de agua y nos disponíamos ha mezclar con el agua.

2.Sin dejar de remover la disolución con la barilla, empezamos a echar el aceite lo más fino posible y lento para que se mezclara bien.

3.Seguimos removiendo bien la disolución hasta conseguir una masa ligeramente espesa.

4.Colocamos la masa en una bandeja para dejarla reposar hasta que se endureciera.

Y finalmente terminamos la prueba ^^

Reacción de Saponificación. (Fabricación de Jabón) TEORÍA Y PROCEDIMIENTOS

TEORÍA:
El método de saponificación en el aspecto industrial, es el que consiste en hervir la grasa en grandes calderas, añadiendo lentamente hidróxido de sodio (NaOH), agitándose continuamente la mezcla hasta que comienza ésta a ponerse pastosa.
La principal causa es la disociación de las grasas en un medio alcalino,separándose glicerina y ácidos grasos.
La reacción que tiene lugar es la saponificación y los productos son el jabón y la glicerina:

GRASA+SOSA CÁUSTICA → JABÓN+GLICERINA

PROCEDIMIENTOS Y MATERIALES:
-Aceite 100 cm cúbicos
-Agua 300 cm cúbicos
-Sosa (NaH) 100 g
1.Se disuelve la sosa en agua vertiendo la segunda sobre la primera.
2.Se va añadiendo poco a poco el aceite sin parar de remover hasta que toma una consistencia ligeramente espesa.
3.Se vierte sobre una bandeja.

Observación de Mitosis en Células Vegetales (meristemo apical de raíz de ajo) Práctica

Bueno pues aqui os dejamos nuestras experiencias en el laboratorio ^^
1.Cortamos la raíz de ajo con el bisturí y le aplicamos la Orceina A.

2.Le pusimos la pinza y lo pasamos por el mechero de alcohol para flamarlo durante 3 minutos.

3.Pasados los 3 minutos, lo lavamos con agua y con el cuentagotas.

4.Ya teníamos la mitad de la preparación.

5.Después volvimos a aplicarle Orceina, pero en este caso Orceina B.

6.Le colocamos el cubreobjetos y expandimos con un lápiz pera eliminar el aire de dentro de la preparación.

7.Finalmente ya estaba lista la preparación para mirarla al microscopio.